Навігація поштових голубів залежить від суперпарамагнітних макрофагів за похмурих умов
Clivia Lisowski, Michael Quetting, Daniela Klaus, Lisa Lazarevski, Lea Seep, Maximilian Germer, Jian Li, Inge Müller, Daniel Zuniga, Wolfgang Fiedler, Dina K. N. Dechmann, Kasper Thorup, Jan Hasenauer, Lars Fester, Stefanie Kuerten, Michael Farle, Ulf Wiedwald, Martin Wikelski, and Christian Kurts
Резюме редактора
Давно відомо, що птахи покладаються, принаймні частково, на магніторецепцію для орієнтації своїх рухів. Механізми, що лежать в основі цієї рецепції, здаються численними, і їх досі досліджують. Фізіологічні зв'язки були виявлені в голові, включаючи дзьоб, очі та мозок, але Лісовскі та ін . тепер виявили наявність суперпарамагнітних макрофагів у печінці (див. Перспективу Спіро та Дрейксміта). У хмарні дні, коли вони не могли бачити сонця, голуби, чиї магнітні макрофаги були виснажені, не могли повернутися додому. Автори роблять висновок, що ці макрофаги на основі печінки необхідні для навігації, коли сонце не світить. — Саша Віньєрі
Анотація
Птахи використовують різноманітні навігаційні стратегії, включаючи геомагнітне поле, особливо коли інші сигнали недоступні, наприклад, за хмарної погоди або вночі. Для пояснення магніторецепції було запропоновано частинки магнетиту в дзьобі, криптохроми в оці, зміни клітинних іонних каналів та зміни у вестибулярній системі, але точні механізми залишаються дискусійними. Тут ми використовували фізичні, морфологічні, функціональні та геномні аналізи для виявлення наявності суперпарамагнітних макрофагів у печінці. Ми виявили, що після виснаження макрофагів голуби, які літали в хмарних умовах, втрачали свої звичайні можливості орієнтації. Орієнтація не порушувалася у птахів без макрофагів, коли було видно сонце, що свідчить про те, що це був їхній основний сигнал. Ми припускаємо, що у поштових голубів суперпарамагнітні макрофаги в печінці необхідні для визначення магнітного напрямку.
Для багатьох тварин здатність визначати своє положення на земній кулі та підтримувати правильний курс до цільового пункту призначення, відома як навігація, є важливою для виживання ( 1 , 2 ). Польові дослідження показують, що багато видів покладаються на магнітну орієнтацію, коли інші органи чуття, такі як зір, обмежені ( 3 , 4 ). Птахи вже давно є чудовою модельною системою для вивчення навігації. Наприклад, співочі птахи, які мігрують вночі або під хмарним небом, можуть підтримувати магнітно калібрований напрямок польоту, встановлений на заході сонця, на відстані сотень кілометрів ( 5 , 6 ). Голуби використовують візуальні орієнтири та/або запахи навколишнього середовища для визначення свого положення, а також можуть використовувати магнітну карту ( 7 ). Щоб дотримуватися обраного курсу, птахи використовують або сонячний компас, або магнітний компас, які можуть працювати незалежно. На відміну від інших сенсорних систем хребетних з добре визначеними рецепторними органами ( 8 ), механізми магніторецепції залишаються невловимими та широко обговорюються, незважаючи на десятиліття інтенсивних досліджень ( 9-15 ) .
Наразі запропоновано три основні механізми пояснення магніторецепції. Перший – це хімічна магніторецепція через криптохроми в зоровій системі птахів ( 16–18 ). Згідно з цією теорією, індуковані світлом реакції пар радикалів у криптохромах забезпечують достатню енергію активації для генерації сигналу магнітного напрямку, що дозволяє птахам «бачити» магнітне поле, накладене на їхню зорову сцену ( 19 ) . Однак, оскільки криптохроми залежать від світла, цей механізм не може легко пояснити навігацію в повній темряві. Більше того, гіпотезу криптохромів виявилося важко відтворити експериментально, і існують обмежені докази стійкої магнітної навігації в природних умовах темряви. Поведінкові аналізи, такі як воронка Емлена, пристрій для утримання для вивчення міграційної орієнтації птахів шляхом спостереження за нічним неспокоєм та збору подряпин лап на вистеленій підлозі ( 20 ), не повністю відтворюють природне середовище та схильні до міжекспериментальної мінливості ( 21 ), що ще більше ускладнює інтерпретацію.
Друга гіпотеза стверджує, що частинки тривалентного заліза (Fe3 + ) або магнетиту (Fe3O4 ) у клітинах верхньої частини дзьоба орієнтуються у напрямку магнітного поля Землі та можуть передавати спрямовану інформацію через трійчастий нерв ( 10 , 22 ). Третя, більш теоретична, модель припускає , що зміни магнітних полів можуть впливати на активність іонних каналів або динаміку мембран, але ні відповідальні типи клітин, ні задіяні нейронні шляхи не були ідентифіковані ( 23 ). У цьому сенсі нещодавнє дослідження виявило нейрональну активність у вестибулярній та блідій ділянках мозку голуба після штучної магнітної стимуляції ( 24 ), що свідчить про те, що ці ділянки також можуть бути задіяні в обробці магнітосенсорної інформації. Хоча це дослідження не визначило основний молекулярний механізм і вимагає підтвердження значущості in vivo для навігаційної поведінки, воно підтримує існування світлонезалежної магніторецепції та пропонує можливі кандидатні області мозку. Загалом, жодна з цих гіпотез повністю не пояснює магніторецепцію, і ключові механістичні прогалини залишаються.
Раніше ми повідомляли, що макрофаги червоної пульпи селезінки у мишей та людей є внутрішньо суперпарамагнітними ( 25 ). Це пов'язано з їхньою функцією розщеплення пошкоджених або старих еритроцитів, що призводить до вивільнення заліза з гемоглобіну; це залізо зберігається в цих макрофагах у вигляді феритину, білкового комплексу, який зв'язує залізо в нетоксичній формі ( 26 , 27 ). Ці динамічні, сферичні білкові наноклітки можуть зберігати до 4500 атомів заліза в мінералізованій формі та існувати у вигляді розчинних цитоплазматичних білків або пов'язані з везикулярними компартментами, такими як лізосоми ( 28 , 29 ). Невідомо, чи ці магнітні властивості пов'язані з магніторецепцією.
Результати
Тканина печінки голуба має суперпарамагнітні властивості
Щоб перевірити тканини з магнітними властивостями у голубів, ми дослідили їхні органи (печінку, селезінку, м'язи, а також внутрішній і зовнішній дзьоб) за допомогою вібраційної магнітометрії зразків (VSM). Це виявило ефект магнітного блокування при температурі блокування ( T B ) 12 K для печінки та селезінки ( рис. 1A ), тоді як м'язова тканина та внутрішній і зовнішній дзьоб показали підвищену намагніченість лише нижче 50 K ( рис. 1B , зверніть увагу на різні масштаби). Суперпарамагнітна реакція м'язів і дзьоба могла виникнути внаслідок суми різних типів неспарених електронів (парамагнетизм Ланжевена), тоді як у печінці та селезінці голуба це перекривалося набагато сильнішими феримагнітними сигналами. На рисунку 1C показано залежну від поля намагніченість тканини печінки. Після вирахування сильного діамагнітного фону, намагніченість насичення ( M S ) помітно зменшилася між 2 та 30 K, що призвело до M S 0,024 ампер-квадратного метра на кілограм (A·m² / kg −1 ) при T = 2 K. Таке M S не може виникати з парамагнетиків (тут тривалентного заліза), оскільки їхня реакція була б суворо лінійною при магнітній індукції ( B ) = 9 Тл та T = 30 К відповідно до функції Бріллюена. Коерцитивне поле μ 0 H C зменшилося з 67 мТл при T = 2 K до нуля вище T B ( рис. 1C ). Ці сигнали були подібними до температурно- та польової поведінки, описаної у високоочищених наночастинках феритину з селезінки коня ( M S = 0,83 A·m² / kg −1 ) ( 30 ) або в макрофагах, виділених за допомогою магнітно-активованого сортування клітин (MACS) з селезінки мишей ( M S = 0,067 A·m² / kg −1 ) ( 25 ). Вища намагніченість очищеного феритину (>30 разів) із селезінки коня або ізольованих макрофагів із селезінки миші (майже втричі) порівняно з намагніченістю з тканини печінки голуба, ймовірно, була пов'язана з нижчою концентрацією магнітних частинок феритину в зрізах тканини порівняно з відсортованими клітинами або очищеним феритином. Ці магнітні сигнали, хоча й скромні, були в 20-30 разів вищими за рівень шуму магнітометра, що свідчило про накопичення заліза і, отже, про суттєве накопичення наномагнітів у печінці голуба та значно менше накопичення в селезінці. Ми підтвердили цю інтерпретацію, продемонструвавши наявність тривалентного заліза за допомогою берлінського синього, який специфічно забарвлює тривалентне залізо (Fe3 +).) у білках феритину ( 28 ). Велика кількість клітин, що містять Fe3 + , була виявлена в печінці та кілька в селезінці, але жодної з них не було виявлено в мозку, м'язах, очах чи дзьобі ( рис. 1D ), що узгоджується з результатами аналізу VSM ( рис. 1, A-C ).
Рис. 1. Тканина печінки голуба проявляє суперпарамагнітні властивості та містить залізопозитивні MHC II + макрофаги.
( A ) Температурно-залежна намагніченість згідно з протоколами охолодження в нульовому полі (ZFC) та охолодження в полі (FC) печінки та селезінки голуба при B = 20 мТл. ( B ) Температурно-залежна намагніченість м'язів та внутрішньої та зовнішньої частин дзьоба. Усі криві починаються з нижчого значення намагніченості після ZFC до T = 2 K. Зразки печінки та селезінки демонструють пік при температурі блокування T B = 12 K, тоді як магнітні відгуки зразків м'язів та внутрішньої та зовнішньої частин дзьоба не залежать від ZFC або FC. ( C ) Полезалежна намагніченість печінки при температурах від 5 до 30 K після віднімання діамагнітних нахилів. Феримагнітний внесок насичується при індукціях при B більше ±6 T для всіх температур. Для T = 2, 5 та 10 K отримують петлі гістерезису, що вказує на магнітний порядок далекого радіусу дії. Вставка показує збільшення першої гілки гістерезису при вищій щільності точок. Коерцитивне поле μ 0 H C зчитується з точки перетину нуля намагніченості. ( D ) Типові гістологічні зображення забарвлення тривалентного заліза (Fe3 + ) у різних органах, виділених з гірського голуба ( C. livia ). Масштабні смуги для печінки, селезінки та мозку становлять 100 мкм; масштабні смуги для дзьоба та ока становлять 10 мкм. Пунктирна лінія на панелі печінки вказує на часточку печінки з центральною веною (CV); стрілки вказують на синусоїди. ( E ) Типове гістологічне зображення забарвлення MHC II у тканині печінки. Масштабна смуга становить 100 мкм. ( F ) Типові гістологічні зображення MHC II + , Fe3 + та комбінованого забарвлення тканини печінки. Масштабна смуга становить 50 мкм. ( G ) Типове фото клітин печінки, виділених на магнітній колонці. ( H ) Експериментальна установка для сортування та секвенування суперпарамагнітних клітин печінки. ( I ) Ізольовані парамагнітні клітини печінки були відсортовані, секвеновані та індексовані відповідно до референсного геному C. livia [ референсний геном Cliv_1.0 (GCF_000337935.1)]; n = 1 голуб. Точний тест Фішера (значущість визначена як P- доб. для багаторазового тестування) був використаний для оцінки ймовірності того, що магнітні клітини є макрофагами, дендритними клітинами або B-лімфоцитами, на основі сигнатурних генів з бази даних cellxgene.cziscience.com . ( J ) Транскрипти на мільйон (TPM) генів, що беруть участь у кліренсі еритроцитів та метаболізмі заліза, ідентифіковані в відсортованих клітинах MHC II + . (K ) Флуоресцентно мічений декстран (або немічений декстран як контрольний розчинник) вводили до ізольованих (магнітних) клітин печінки голуба та людських клітин THP-1 (лінії клітин моноцитів-макрофагів) для оцінки їхньої фагоцитарної здатності. Через 2 години клітини промивали, фіксували та аналізували за допомогою проточної цитометрії. n = 3 або 4 незалежні експерименти з клітинами THP-1 та n = 4 незалежні експерименти з ізольованими клітинами MHC II + голуба. Дані показані як середнє значення ± SEM.
Печінка голуба містить макрофаги MHC II + , які зберігають Fe3 +
Морфологія та локалізація залізопозитивних клітин у синусоїдах печінкової портальної тріади свідчать про те, що це можуть бути макрофаги. На жаль, існує мало антитіл, які можуть ідентифікувати клітини голуба за допомогою імуногістології. Одне з них ідентифікує головний комплекс гістосумісності класу II (MHC II), який експресується антигенпрезентуючими клітинами, включаючи макрофаги, дендритні клітини та B-лімфоцити. Ми виявили клітини MHC II + у тій самій клітинній локалізації та з тією ж морфологією, що й клітини берлінського блакитного кольору в печінці голуба ( рис. 1E ) та підтвердили колокалізацію, поєднавши фарбування залізом та MHC II, що дало перекриваючі сигнали ( рис. 1F ).
Далі ми хотіли ізолювати ці клітини для подальшого аналізу, використовуючи їхню здатність зв'язуватися з магнітними колонками, як повідомлялося раніше ( 25 ), і ми дійсно вилучили магнітні клітини печінки з колонок ( рис. 1G ). Ми також очистили клітини MHC II + за допомогою сортування клітин, активованих флуоресценцією (FACS), та провели 3′-секвенування мРНК ( рис. 1H ). Дані секвенування були анотовані за допомогою загальнодоступного референсного геному Columba livia [референсний геном Cliv_1.0 (GCF_000337935.1)], який ідентифікував 7116 генів, що кодують білки. Профіль експресії цих клітин порівнювали з генами сигнатур макрофагів ссавців з бази даних cellxgene.cziscience.com . Ми спостерігали значне перекриття між нашим набором даних та 43 генами сигнатур макрофагів [точний тест Фішера, скоригований P ( P adj ) = 0,0321], тоді як для сигнатур дендритних клітин або B-клітин значного перекриття не виявлено ( P adj = 0,2461) ( рис. 1I ). Оскільки набори генів макрофагів, дендритних клітин та B-клітин містять як специфічні для типу клітин, так і спільні маркери, ми провели два порівняння: одне з використанням лише специфічних для типу клітин маркерів, а інше з використанням повних наборів маркерів. В обох аналізах сигнатура макрофагів показала значне збагачення в наших ізольованих клітинах MHC II + , але сигнатури дендритних клітин та B-клітин – ні.
Крім того, ми виявили високу експресію генів, пов'язаних з метаболізмом заліза, таких як Spi-c , який кодує транскрипційний фактор, необхідний для розвитку макрофагів червоної пульпи селезінки ссавців ( рис. 1J ). Це свідчить про те, що відсортовані клітини MHC II + були задіяні в кліренсі еритроцитів та накопиченні тривалентного заліза та феритину ( 31 ). Нарешті, ми спільно культивували ці клітини з флуоресцентно міченим декстраном і спостерігали, що вони поглинають його майже так само ефективно, як клітини THP-1 (лінія клітин моноцитів-макрофагів людини), який служив позитивним контролем ( рис. 1K ). Разом ці результати підтвердили, що печінка голуба містить макрофаги, які накопичують залізо, надаючи їм суперпарамагнітні властивості.
Лікування клодронатом виснажує суперпарамагнітні клітини in vivo
Визначальною рисою макрофагів є їх елімінація після фагоцитозу ліпосом клодронату, що є широко використовуваним підходом до виснаження макрофагів in vivo ( 32 , 33 ). Внутрішньовенне введення ліпосом клодронату виснажує макрофаги печінки та селезінки протягом 24 годин і триває до 5 днів, тоді як виснаження перитонеальних та легеневих макрофагів вимагає внутрішньочеревної ін'єкції та займає 3 дні ( 34 ). Для переважного впливу на макрофаги печінки голубів клодронат вводили внутрішньовенно за 24 години до аналізу. Після обробки кількість залізовмісних печінкових клітин значно зменшилася ( t- тест Стьюдента, P ≤ 0,001), що підтверджує їхню макрофагальну ідентичність, а залишкове забарвлення заліза виглядало дифузно розподіленим, ймовірно, відображаючи поглинання заліза гепатоцитами ( рис. 2A ). Відповідно, магнітне розділення клітин не змогло відновити магнітні клітини з печінки голубів, обробленої клодронатом ( рис. 2B ), що також показало зниження експресії Spi-c у печінці ( рис. 2C ) та меншу кількість клітин MHC II + ( рис. 2D ). Повідомлялося, що лікування клодронатом впливає на функцію нейтрофілів ( 35 ). Хоча нейтрофіли є циркулюючими, а не класичними тканинно-резидентними імунними клітинами, ми хотіли виключити гетерофіли, еквівалент пташиних нейтрофілів ( 36 ), як кандидати на залізопозитивні клітини. Гетерофіли були відсутні в тканині печінки, але їх можна було виявити в мазках крові, де вони не виявляли накопичення заліза ( рис. 2E ). Більше того, поліморфонуклеарні клітини, виділені з крові ( рис. 2F ), не мали магнітного блокування або гістерезису в VSM, демонструючи суворо лінійну поведінку намагніченості навколо нульового поля ( рис. 2G ) та відсутність магнітного блокування при низьких температурах (порівняйте з рис. 1A ) або петель гістерезису (порівняйте з рис. 1C ), що підтверджує відсутність феримагнітних властивостей гетерофілів. У сукупності ці результати підтвердили, що клітини, що накопичують тривалентне залізо в печінці голуба, є макрофагами.
Рис. 2. Вплив лікування клодронатом на печінкові макрофаги та периферичні гетерофіли.
( A ) Голубів обробляли клодронатом або контрольними ліпосомами та умертвляли через 24 години. Репрезентативні гістологічні зображення забарвлення залізом тканини печінки контрольних голубів (див. також рис. 1D ) та голубів, оброблених клодронатом. Масштабні смуги становлять 100 мкм. Клітини, завантажені залізом, підраховували вручну за допомогою мікроскопії на 1 мм2 тканини печінки. Було проведено чотири незалежні експерименти, і для кожного показано середнє значення двох технічних повторностей. ( B ) Репрезентативне фото печінкових клітин, виділених за допомогою магнітної колонки з контрольних голубів та голубів, оброблених клодронатом. ( C ) Експресія гена Spi-c у тканині печінки контрольних голубів або голубів, оброблених клодронатом. ( D ) Репрезентативні графіки проточної цитометрії та кількісне визначення клітин MHC II + у тканині печінки контрольних голубів та голубів, оброблених клодронатом. ( E ) Репрезентативні зображення мазків крові голубів, забарвлених Гімзою або берлінським блакитним, що показують ядерні еритроцити та гетерофіли (чорні стрілки), пташиний еквівалент нейтрофілів ссавців. ( F ) Поліморфноядерні клітини, виділені центрифугуванням у градієнті щільності з крові голуба, забарвлені за Гімзою або берлінським блакитним. ( G ) Вібраційна магнітометрія зразка як функція температури T при B = 20 мТл (зверху) та індукції B при T = 2 K (знизу). Вставка вказує на сувору парамагнітну (лінійну) залежність від поля без гістерезису навколо нульового поля. Для кількісної оцінки в (A), (C) та (D) для визначення статистичної значущості було використано непарний двосторонній t- критерій Стьюдента. Дані отримані з незалежних експериментів та представлені як середнє значення ± SEM.
Залізопозитивні макрофаги розташовані поблизу нервових волокон печінки
Далі ми дослідили, як макрофаги можуть передавати сигнали до мозку, і висунули гіпотезу, що іннервація печінкових синусоїдів може опосередковувати цю комунікацію. У ссавців печінкові нервові волокна перетинають синусоїди та часто оточують кровоносні судини та жовчні протоки, особливо в межах портальної тріади ( 37 , 38 ) ( рис. 3A ). Враховуючи збережену архітектуру печінки птахів, ми припустили, що подібні нейронні структури будуть присутні. Використовуючи фарбування за Массоном-Голднером, ми ідентифікували нервові пучки, вбудовані в зелено-забарвлену колагенову сполучну тканину портальної тріади ( рис. 3B ). Ці пучки характеризувалися хвилястою текстурою волокон блідо-червоного кольору з видовженими ядрами клітин Шванна, на відміну від темних, густо-червоних гепатоцитів у навколишній тканині. Крім того, ми використовували фарбування сріблом для специфічного фарбування нервових волокон. Ми ідентифікували нейрони в мозку голуба (використовувалися як позитивний контроль; рис. S1C) та периферичні нервові волокна в тканині печінки ( рис. 3C ). Фарбування берлінським синім послідовних препаратів тканин показало наявність залізопозитивних макрофагів у тій самій ділянці. Після лікування клодронатом ці асоціації більше не спостерігалися. Для подальшої оцінки взаємодії макрофагів і нервів ми провели електронну мікроскопію. Ми виявили пучки немієлінізованих аксонів, що містять нейрофіламенти, видимі як маленькі точки на поперечних зрізах або як тонкі видовжені нитки на поздовжніх зрізах (рис. S1A), а також великі мітохондрії та нейромедіаторні везикули, які вказують на нервові пучки вегетативної нервової системи. Макрофаги були ідентифіковані за їх гетерогенним, неправильної форми ядром і цитоплазмою, багатою на мітохондрії, лізосоми та внутрішньоклітинні везикули та вакуолі (рис. S1B). Ми виявили, що макрофаги часто розташовані поблизу (≤2 мкм) нервових волокон, що дозволяє паракринну сигналізацію або прямий міжклітинний контакт. Після лікування клодронатом кілька макрофагів, що залишилися, демонстрували апоптотичну морфологію, що характеризувалася численними мембранозв'язаними фаголізосомальними вакуолями, зміненими мітохондріями та конденсованими ядрами, тоді як нервові структури залишалися неушкодженими ( рис. 3D та рис. S1D). Загалом, ці зображення підтвердили тісний просторовий зв'язок між макрофагами та нервовими волокнами, що свідчить про їх потенційну взаємодію.
Рис. 3. Залізопозитивні макрофаги та нервові волокна в печінці голуба.
( A ) Схематична анатомія печінки. Ліворуч – поперечний переріз, що показує три часточки печінки та портальну тріаду, що містить гілки портальної вени, жовчної протоки та печінкової артерії. Посередині – портальна тріада, що показує нервові гілки навколо кровоносних судин та жовчної протоки. Праворуч – поздовжній переріз, що зображує портальну вену, центральну вену, жовчну протоку та печінкову артерію, а також нервові волокна та клітини Купфера. [Рисунок створено за допомогою BioRender.com] ( B ) Послідовні поперечні перерізи тканини печінки голуба, забарвленої Массоном-Голднером (зверху) або берлінським синім (знизу). У лівому стовпці показано область, що оточує портальну вену (PV), включаючи жовчну протоку (BD) та печінкову артерію (HA). Рамками виділено нервовий пучок (NB), вбудований у сполучну тканину (зелений). Масштабні смуги – 50 мкм. Правий стовпець – збільшення нервового пучка. Чорна стрілка вказує на зв'язок між нервовими волокнами та макрофагами. Масштабні смуги – 10 мкм. ( C ) Послідовні поперечні зрізи тканини печінки голуба, забарвленої сріблом для виявлення нервових волокон (зверху) або берлінським синім (знизу) для виявлення залізопозитивних макрофагів. Червоні стрілки вказують на нервові волокна поблизу судин. Чорні стрілки вказують на залізопозитивні макрофаги в тій самій ділянці. Штрихові прямокутники вказують на нерв у печінці, обробленій клодронатом (зверху), та відповідну ділянку, забарвлену берлінським синім (знизу). Масштабні смуги становлять 10 мкм. ( D ) Електронна мікроскопія тканини печінки контрольних голубів та голубів, оброблених клодронатом. У верхньому рядку показано оригінальні зображення, червоні стрілки вказують на нервові волокна, а «M» — на макрофаг. Нижній рядок показує псевдозабарвлення зображень, де жовтий колір позначає нервові пучки, а синій — на макрофаги. Масштабні смуги становлять 2 мкм.
Тимчасове виснаження макрофагів у голубів погіршує їхню орієнтацію та навігацію при поверненні додому
За повністю похмурих умов, коли сонце та поляризоване світло недоступні, а візуальні орієнтири затемнені, поштові голуби покладаються на своє магнітне чуття ( 39-41 ) [та див. ( 42 , 43 ) для отримання інформації про поточні дискусії в цій галузі]. Щоб дослідити, чи сприяють суперпарамагнітні макрофаги навігації голубів, ми провели дослідження виснаження клодронату у живих голубів.
Тридцять чотири голуби були індивідуально навчені повертатися додому по 19-кілометровому маршруту із заходу на схід. Після 10 успішних тренувальних польотів птахів випадковим чином розподілили для отримання або внутрішньовенних ліпосом клодронату ( n = 18), або контрольних ліпосом ( n = 16) ( рис. 4A ), коли прогноз погоди передбачав повну хмарність на наступний день. Через двадцять чотири-двадцять вісім годин голубів випускали окремо за повної хмарності та відстежували за допомогою GPS-пристроїв Інтернету речей у режимі реального часу ( 44 , 45 ) ( рис. 4B ). Усі голуби, оброблені контрольною групою, повернулися додому протягом 70 хвилин, тоді як жоден з птахів, оброблених клодронатом, не повернувся того ж дня за постійної хмарності, натомість демонструючи випадкову просторову орієнтацію ( рис. 4, C-E ). Важливо, що голуби з виснаженим запасом макрофагів поверталися додому нормально, як тільки хмарність розсіялася, і сонце стало видимим, що свідчить про збережену здатність до польоту, мотивацію та загальний стан здоров'я. Коли ми повторно обробили контрольних голубів клодронатом, вони успішно поверталися додому за сонячних умов (тобто, коли доступна інформація про спрямоване сонячне випромінювання), з високою ефективністю відстеження, подібною до їхньої попередньої результативності ( рис. 4F ). Разом ці результати вказують на те, що голуби можуть відчувати магнітний напрямок незалежно від нібито візуальної (опосередкованої криптохромом) системи магнітного сприйняття, і що макрофаги необхідні для визначення магнітного напрямку за умов, коли сонячні та орієнтирні сигнали недоступні.
Рис. 4. Вплив лікування клодронатом на навігацію голубів.
( A ) Голубів ( n = 34) навчили повертатися додому із заходу на схід. За день до несприятливих погодних умов (повна хмарність, протягом шести експериментальних днів протягом 2 років) голубів внутрішньовенно обробляли 0,5 мл клодронату ( n = 18) або контрольними ліпосомами ( n = 16). ( B ) Через 24-28 годин голубів випускали на волю за 19 км від дому та відстежували за допомогою GPS (білий колір позначає контрольних птахів, n = 16; червоний колір позначає птахів, оброблених клодронатом, за хмарності, n = 18; жовтий колір позначає птахів, оброблених клодронатом, за сонячної погоди, n = 9). ( C ) Сліди голубів трьох експериментальних груп зображені окремо. Кожна лінія представляє одного голуба. ( D ) Більшість голубів у контрольній та сонячній групах клодронату повернулися додому в експериментальний день, тоді як жодному з птахів, оброблених клодронатом, не вдалося зробити це в похмурий день випуску. ( E ) Дані GPS протягом 95 хвилин після зльоту були перетворені на вектори, що нагадують траєкторії польоту для всіх груп. Стрілки представляють напрямок польоту кожного голуба, а їхня довжина відповідає повітряній відстані, подоланій протягом 95 хвилин, що показує, що голуби в групі, що отримувала клодронат, демонстрували знижену навігаційну ефективність, оскільки вони долали значні відстані, але менш спрямовано. ( F ) Ефективність відстеження контрольних голубів або голубів, оброблених клодронатом (сонячні та похмурі умови), розрахована як повітряна відстань від місця випуску до дому, поділена на загальну відстань, пройдену для досягнення дому (протягом 95 хвилин вимірювання), де 1 означає ідеальну ефективність (птах рухався по прямій лінії), а 0 означає найменшу ефективність. Дані були проаналізовані за допомогою однофакторного дисперсійного аналізу (ANOVA) з post hoc тестом Тьюкі на чесну значущу різницю. Дані представлені у вигляді коробкових діаграм, що показують медіану (лінія), 25-й–75-й процентилі (коробка) та мінімально-максимальні значення (вуса).
Обговорення
На сьогоднішній день запропоновано три основні теорії магніторецепції у голубів. Наші висновки підтверджують четвертий механізм, заснований на колективній сенсорній здатності суперпарамагнітних макрофагів, розташованих переважно в печінці, що дозволяє сприймати геомагнітний напрямок. Спираючись на встановлені шляхи комунікації макрофагів-нейронів ( 46 , 47 ), ми припускаємо, що печінкові макрофаги відчувають зміни магнітного поля Землі та передають цю інформацію до мозку через аферентну вагусну іннервацію. Ми стверджуємо, що для досягнення порогу активації нейронів магнітне зондування вимагає сигналу на рівні клітинної популяції, а не виявлення окремих клітин. Печінкові макрофаги добре оснащені для цієї ролі, оскільки вони накопичують тривалентне залізо під час очищення еритроцитів і тісно пов'язані з автономними нервами. Такі нерви, наприклад, блукаючі або симпатичні нерви, зазвичай забезпечують швидкий двонаправлений зв'язок між периферичними органами та мозком і ідеально розташовані для передачі магнітної інформації, що відчувається в печінці ( 48 ).
На клітинному рівні ми припускаємо, що неспарені електрони, пов'язані з феритином, взаємодіють через магнітну диполь-дипольну зв'язок, що збільшує колективну магнітну сприйнятливість, забезпечуючи рівномірне вирівнювання вздовж ліній схилення Землі. Цей процес може бути функціонально аналогічним магнітосомам у магнітотаксичних бактеріях, які перетягують прокаріотичні клітини вздовж магнітного поля ( 49 ). Характерна поведінка круження, що спостерігається у голубів після зльоту ( 50 ), може сприяти рівномірному відбиттю магнітної інформації електронів у частинках феритину перед спрямованим польотом. Таке вирівнювання, ймовірно, викликає зміни у внутрішньоклітинній організації або поляризації в печінкових макрофагах ( 51 ), що узгоджується з відомими реакціями макрофагів на механічні подразники ( 52 ). Діючи як скоординований масив, макрофаги могли б передавати магнітну інформацію до сусідніх нервових аферентів шляхом просторового підсумовування, або через пряме механічне зчеплення ( 53 ), аналогічне барорецепторній сигналізації ( 54 ) та подібне до інших систем чутливості та індукції хребетних, таких як периферичний окисно-відновний перехресний зв'язок між макрофагами та сенсорними системами ( 55 ), або через паракринне вивільнення розчинних медіаторів, усталений механізм сигналізації між макрофагами та нервами ( 56 ). Потім мозок інтегрував би цей магнітний вхід з іншими сенсорними сигналами для обчислення просторової орієнтації, наприклад, у блідих ділянках мозку, як нещодавно було запропоновано ( 24 ).
Сильною стороною нашої моделі є її потенціал також пояснити магніторецепцію у тварин, яким бракує функціональних криптохромів або які функціонують у середовищі з малою кількістю світла або взагалі без нього, включаючи кажанів ( 57 , 58 ) та сліпих сліпаків ( 59 ). Крім того, пластиножаберні молоти, такі як акули, можуть виявляти зміни геомагнітного поля ( 60 ), а тигрові акули ( 61 ), блакитні акули ( 62 ) та гребінчасті акули-молоти плавають по прямих лініях на великі відстані, причому останні навіть орієнтуються в бік підводних гір, пов'язаних з геомагнітними аномаліями ( 63 ). Окрім магніторецепції, наші результати сприяють ширшій концепції, що розвивається: макрофаги, що живуть у тканинах, можуть функціонувати як периферичні сенсорні клітини, забезпечуючи прямий, біологічно значущий зворотний зв'язок з мозком ( 25 , 47 , 64 ).
References and Notes
1
U. Demšar, B. Zein, J. A. Long, A new data-driven paradigm for the study of avian migratory navigation. Mov. Ecol. 13, 16 (2025).
2
A. M. Berdahl, A. B. Kao, A. Flack, P. A. H. Westley, E. A. Codling, I. D. Couzin, A. I. Dell, D. Biro, Collective animal navigation and migratory culture: From theoretical models to empirical evidence. Philos. Trans. R. Soc. London Ser. B 373, 20170009 (2018).
3
C. Walcott, Multi-modal orientation cues in homing pigeons. Integr. Comp. Biol. 45, 574–581 (2005).
4
K. Thorup, R. A. Holland, A. P. Tøttrup, M. Wikelski, Understanding the migratory orientation program of birds: Extending laboratory studies to study free-flying migrants in a natural setting. Integr. Comp. Biol. 50, 315–322 (2010).
5
W. W. Cochran, H. Mouritsen, M. Wikelski, Migrating songbirds recalibrate their magnetic compass daily from twilight cues. Science 304, 405–408 (2004).
6
R. Muheim, J. B. Phillips, S. Akesson, Polarized light cues underlie compass calibration in migratory songbirds. Science 313, 837–839 (2006).
7
R. C. Beason, W. Wiltschko, Cues indicating location in pigeon navigation. J. Comp. Physiol. A Neuroethol. Sens. Neural Behav. Physiol. 201, 961–967 (2015).
8
W. Hodos, A. B. Butler, Evolution of sensory pathways in vertebrates. Brain Behav. Evol. 50, 189–197 (1997).
9
W. T. Schneider, R. A. Holland, O. Lindecke, Over 50 years of behavioural evidence on the magnetic sense in animals: What has been learnt and how? Eur. Phys. J. Spec. Top. 232, 269–278 (2023).
10
R. Wiltschko, W. Wiltschko, Magnetoreception in birds. J. R. Soc. Interface 16, 20190295 (2019).
11
G. Fleissner, B. Stahl, P. Thalau, G. Falkenberg, G. Fleissner, A novel concept of Fe-mineral-based magnetoreception: Histological and physicochemical data from the upper beak of homing pigeons. Naturwissenschaften 94, 631–642 (2007).
12
B. Zein, J. A. Long, K. Safi, A. Kölzsch, M. Wikelski, H. Kruckenberg, U. Demšar, Simulation experiment to test strategies of geomagnetic navigation during long-distance bird migration. Mov. Ecol. 9, 46 (2021).
13
L. Tian, B. Xiao, W. Lin, S. Zhang, R. Zhu, Y. Pan, Testing for the presence of magnetite in the upper-beak skin of homing pigeons. Biometals 20, 197–203 (2007).
14
H. G. Hiscock, S. Worster, D. R. Kattnig, C. Steers, Y. Jin, D. E. Manolopoulos, H. Mouritsen, P. J. Hore, The quantum needle of the avian magnetic compass. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 113, 4634–4639 (2016).
15
K. M. Goforth, C. M. F. Lohmann, A. Gavin, R. Henning, A. Harvey, T. L. Hinton, D. S. Lim, K. J. Lohmann, Learned magnetic map cues and two mechanisms of magnetoreception in turtles. Nature 638, 1015–1022 (2025).
16
T. Hochstoeger, T. Al Said, D. Maestre, F. Walter, A. Vilceanu, M. Pedron, T. D. Cushion, W. Snider, S. Nimpf, G. C. Nordmann, L. Landler, N. Edelman, L. Kruppa, G. Dürnberger, K. Mechtler, S. Schuechner, E. Ogris, E. P. Malkemper, S. Weber, E. Schleicher, D. A. Keays, The biophysical, molecular, and anatomical landscape of pigeon CRY4: A candidate light-based quantal magnetosensor. Sci. Adv. 6, eabb9110 (2020).
17
P. J. Hore, H. Mouritsen, The radical-pair mechanism of magnetoreception. Annu. Rev. Biophys. 45, 299–344 (2016).
18
H. Mouritsen, Long-distance navigation and magnetoreception in migratory animals. Nature 558, 50–59 (2018).
19
D. Timmer, A. Frederiksen, D. C. Lünemann, A. R. Thomas, J. Xu, R. Bartölke, J. Schmidt, T. Kubař, A. De Sio, I. A. Solov’yov, H. Mouritsen, C. Lienau, Tracking the electron transfer cascade in European robin cryptochrome 4 mutants. J. Am. Chem. Soc. 145, 11566–11578 (2023).
20
S. T. Emlen, J. T. Emlen, A technique for recording migratory orientation of captive birds. Auk 83, 361–367 (1966).
21
F. Nievergelt, F. Liechti, Methodische Aspekte zur Untersuchung der Zugaktivität im Emlen-Trichter. J. Ornithol. 141, 389–389 (2000).
22
C. D. Treiber, M. C. Salzer, J. Riegler, N. Edelman, C. Sugar, M. Breuss, P. Pichler, H. Cadiou, M. Saunders, M. Lythgoe, J. Shaw, D. A. Keays, Clusters of iron-rich cells in the upper beak of pigeons are macrophages not magnetosensitive neurons. Nature 484, 367–370 (2012).
23
D. J. Panagopoulos, A. Karabarbounis, G. P. Chrousos, Biophysical mechanism of animal magnetoreception, orientation and navigation. Sci. Rep. 14, 30053 (2024).
24
G. C. Nordmann, S. D. Balay, T. N. Kapuruge, M. Numi, C. Leeb, S. Nimpf, E. P. Malkemper, L. Landler, D. A. Keays, A global screen for magnetically induced neuronal activity in the pigeon brain. Science 391, 1155–1160 (2026).
25
L. Franken, M. Klein, M. Spasova, A. Elsukova, U. Wiedwald, M. Welz, P. Knolle, M. Farle, A. Limmer, C. Kurts, Splenic red pulp macrophages are intrinsically superparamagnetic and contaminate magnetic cell isolates. Sci. Rep. 5, 12940 (2015).
26
T. Korolnek, I. Hamza, Macrophages and iron trafficking at the birth and death of red cells. Blood 125, 2893–2897 (2015).
27
T. R. L. Klei, J. Dalimot, B. Nota, M. Veldthuis, F. P. J. Mul, T. Rademakers, M. Hoogenboezem, S. Q. Nagelkerke, W. F. J. van IJcken, E. Oole, P. Svendsen, S. K. Moestrup, F. P. J. van Alphen, A. B. Meijer, T. W. Kuijpers, R. van Zwieten, R. van Bruggen, Hemolysis in the spleen drives erythrocyte turnover. Blood 136, 1579–1589 (2020).
28
N. D. Chasteen, P. M. Harrison, Mineralization in ferritin: An efficient means of iron storage. J. Struct. Biol. 126, 182–194 (1999).
29
P. Arosio, L. Elia, M. Poli, Ferritin, cellular iron storage and regulation. IUBMB Life 69, 414–422 (2017).
30
S. A. Makhlouf, F. T. Parker, A. E. Berkowitz, Magnetic hysteresis anomalies in ferritin. Phys. Rev. B 55, R14717–R14720 (1997).
31
M. P. Soares, I. Hamza, Macrophages and iron metabolism. Immunity 44, 492–504 (2016).
32
N. van Rooijen, E. Hendrikx, in Liposomes:Methods and Protocols, vol. 1, Methods in Molecular Biology Series, V. Weissig, Ed. (Springer, 2010), pp. 189–203.
33
H. D. Danenberg, I. Fishbein, J. Gao, J. Mönkkönen, R. Reich, I. Gati, E. Moerman, G. Golomb, Macrophage depletion by clodronate-containing liposomes reduces neointimal formation after balloon injury in rats and rabbits. Circulation 106, 599–605 (2002).
34
N. Van Rooijen, A. Sanders, Liposome mediated depletion of macrophages: Mechanism of action, preparation of liposomes and applications. J. Immunol. Methods 174, 83–93 (1994).
35
S. Culemann, K. Knab, M. Euler, A. Wegner, H. Garibagaoglu, J. Ackermann, K. Fischer, D. Kienhöfer, G. Crainiciuc, J. Hahn, A. Grüneboom, F. Nimmerjahn, S. Uderhardt, A. Hidalgo, G. Schett, M. H. Hoffmann, G. Krönke, Stunning of neutrophils accounts for the anti-inflammatory effects of clodronate liposomes. J. Exp. Med. 220, e20220525 (2023).
36
K. J. Genovese, H. He, C. L. Swaggerty, M. H. Kogut, The avian heterophil. Dev. Comp. Immunol. 41, 334–340 (2013).
37
B. M. Miller, I. M. Oderberg, W. Goessling, Hepatic nervous system in development, regeneration, and disease. Hepatology 74, 3513–3522 (2021).
38
H. R. Berthoud, H. Münzberg, C. D. Morrison, W. L. Neuhuber, Hepatic interoception in health and disease. Auton. Neurosci. 253, 103174 (2024).
39
W. T. Keeton, Magnets interfere with pigeon homing. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 68, 102–106 (1971).
40
M. M. Walker, On a wing and a vector: A model for magnetic navigation by homing pigeons. J. Theor. Biol. 192, 341–349 (1998).
41
W. Wiltschko, R. Wiltschko, Homing pigeons as a model for avian navigation? J. Avian Biol. 48, 66–74 (2017).
42
C. Walcott, Pigeon homing: Observations, experiments and confusions. J. Exp. Biol. 199, 21–27 (1996).
43
R. Holland, C. Filannino, A. Gagliardo, A magnetic pulse does not affect homing pigeon navigation: A GPS tracking experiment. J. Exp. Biol. 216, 2192–2200 (2013).
44
T. A. Wild, L. van Schalkwyk, P. Viljoen, G. Heine, N. Richter, B. Vorneweg, J. C. Koblitz, D. K. N. Dechmann, W. Rogers, J. Partecke, N. Linek, T. Volkmer, T. Gregersen, R. W. Havmøller, K. Morelle, A. Daim, M. Wiesner, K. Wolter, W. Fiedler, R. Kays, V. O. Ezenwa, M. Meboldt, M. Wikelski, A multi-species evaluation of digital wildlife monitoring using the Sigfox IoT network. Anim. Biotelemetry 11, 13 (2023).
45
A. Gagliardo, P. Ioalè, C. Filannino, M. Wikelski, Homing pigeons only navigate in air with intact environmental odours: A test of the olfactory activation hypothesis with GPS data loggers. PLOS ONE 6, e22385 (2011).
46
A. J. Shepherd, B. A. Copits, A. D. Mickle, P. Karlsson, S. Kadunganattil, S. Haroutounian, S. M. Tadinada, A. D. de Kloet, M. V. Valtcheva, L. A. McIlvried, T. D. Sheahan, S. Jain, P. R. Ray, Y. M. Usachev, G. Dussor, E. G. Krause, T. J. Price, R. W. Gereau IV, D. P. Mohapatra, Angiotensin II triggers peripheral macrophage-to-sensory neuron redox crosstalk to elicit pain. J. Neurosci. 38, 7032–7057 (2018).
47
M. Hulsmans, S. Clauss, L. Xiao, A. D. Aguirre, K. R. King, A. Hanley, W. J. Hucker, E. M. Wülfers, G. Seemann, G. Courties, Y. Iwamoto, Y. Sun, A. J. Savol, H. B. Sager, K. J. Lavine, G. A. Fishbein, D. E. Capen, N. Da Silva, L. Miquerol, H. Wakimoto, C. E. Seidman, J. G. Seidman, R. I. Sadreyev, K. Naxerova, R. N. Mitchell, D. Brown, P. Libby, R. Weissleder, F. K. Swirski, P. Kohl, C. Vinegoni, D. J. Milan, P. T. Ellinor, M. Nahrendorf, Macrophages facilitate electrical conduction in the heart. Cell 169, 510–522.e20
48
L. Ma, H. B. Wang, K. Hashimoto, The vagus nerve: An old but new player in brain-body communication. Brain Behav. Immun. 124, 28–39 (2025).
49
R. Blakemore, Magnetotactic bacteria. Science 190, 377–379 (1975).
50
A. Gagliardo, E. Pollonara, M. Wikelski, The homing pigeons’ olfactory map is affected by geographical barriers. Ethol. Ecol. Evol. 33, 321–337 (2021).
51
J. L. Rohn, B. Baum, Actin and cellular architecture at a glance. J. Cell Sci. 123, 155–158 (2010).
52
S. Adams, L. M. Wuescher, R. Worth, E. Yildirim-Ayan, Mechano-immunomodulation: Mechanoresponsive changes in macrophage activity and polarization. Ann. Biomed. Eng. 47, 2213–2231 (2019).
53
M. A. Freitas-Lopes, K. Mafra, B. A. David, R. Carvalho-Gontijo, G. B. Menezes, Differential location and distribution of hepatic immune cells. Cells 6, 48 (2017).
54
J. M. Karemaker, The multibranched nerve: Vagal function beyond heart rate variability. Biol. Psychol. 172, 108378 (2022).
55
A. J. Shepherd, A. D. Mickle, B. A. Copits, P. Karlsson, S. Kadunganattil, J. P. Golden, S. M. Tadinada, M. R. Mack, S. Haroutounian, A. D. de Kloet, V. K. Samineni, M. V. Valtcheva, L. A. McIlvried, T. D. Sheahan, S. Jain, P. R. Ray, Y. M. Usachev, G. Dussor, B. S. Kim, E. G. Krause, T. J. Price, R. W. Gereau IV, D. P. Mohaptra, Macrophage-to-sensory neuron crosstalk mediated by Angiotensin II type-2 receptor elicits neuropathic pain. bioRxiv, 166546 (2017).
56
R. Dantzer, J.-P. Konsman, R.-M. Bluthé, K. W. Kelley, Neural and humoral pathways of communication from the immune system to the brain: Parallel or convergent? Auton. Neurosci. 85, 60–65 (2000).
57
R. A. Holland, K. Thorup, M. J. Vonhof, W. W. Cochran, M. Wikelski, Navigation: Bat orientation using Earth’s magnetic field. Nature 444, 702 (2006).
58
R. A. Holland, J. L. Kirschvink, T. G. Doak, M. Wikelski, Bats use magnetite to detect the earth’s magnetic field. PLOS ONE 3, e1676 (2008).
59
T. Kimchi, J. Terkel, Magnetic compass orientation in the blind mole rat Spalax ehrenbergi. J. Exp. Biol. 204, 751–758 (2001).
60
C. G. Meyer, K. N. Holland, Y. P. Papastamatiou, Sharks can detect changes in the geomagnetic field. J. R. Soc. Interface 2, 129–130 (2005).
61
C. G. Meyer, J. M. Anderson, D. M. Coffey, M. R. Hutchinson, M. A. Royer, K. N. Holland, Habitat geography around Hawaii’s oceanic islands influences tiger shark (Galeocerdo cuvier) spatial behaviour and shark bite risk at ocean recreation sites. Sci. Rep. 8, 4945 (2018).
62
F. Vandeperre, A. Aires-da-Silva, J. Fontes, M. Santos, R. Serrão Santos, P. Afonso, Movements of blue sharks (Prionace glauca) across their life history. PLOS ONE 9, e103538 (2014).
63
A. P. Klimley, Highly directional swimming by scalloped hammerhead sharks, Sphyrna lewini, and subsurface irradiance, temperature, bathymetry, and geomagnetic field. Mar. Biol. 117, 1–22 (1993).
64
X. Yu, H. Liu, K. A. Hamel, M. G. Morvan, S. Yu, J. Leff, Z. Guan, J. M. Braz, A. I. Basbaum, Dorsal root ganglion macrophages contribute to both the initiation and persistence of neuropathic pain. Nat. Commun. 11, 264 (2020).